Los parásitos que afectan a los seres humanos son organismos que viven sobre o en una persona y obtienen los nutrientes de ella (su huésped). Hay 3 tipos de parásitos:
Microorganismos unicelulares (protozoos, microsporidios)
Helmintos multicelulares (gusanos)
Ectoparásitos como sarna y piojos
Las infecciones parasitarias debidas a protozoos y helmintos son responsables de una elevada tasa de morbimortalidad en todo el mundo. Son frecuentes en América Central y del Sur, África y Asia. Son mucho menos comunes en Australia, Canadá, Europa, Japón, Nueva Zelanda y los Estados Unidos. Por mucho, el mayor impacto se produce en los residentes de áreas tropicales con recursos limitados y con saneamiento deficiente, pero las infecciones parasitarias se encuentran en países de altos recursos con sistemas de saneamiento adecuados entre los inmigrantes y los viajeros que regresan de regiones endémicas y, en ocasiones, incluso entre los residentes que no han viajado, en particular aquellos con infección por HIV u otras enfermedades que causan inmunodeficiencia.
Algunos parásitos se adaptaron a vivir en la luz del intestino de la vagina en condiciones anaerobias, mientras que otros residen en la sangre o los tejidos en condiciones aerobias.
Muchas infecciones parasitarias intestinales se diseminan a través de alimentos o agua contaminados con materia fecal. Sobre todo esto ocurre en áreas donde las condiciones higiénico-sanitarias no son adecuadas. Estos parásitos, como los anquilostomas, pueden ingresar en la piel durante el contacto con material sucio y contaminado o, en el caso de los esquistosomas, durante el contacto con agua dulce. Otros parásitos, como los productores de paludismo, se transmiten por vectores artrópodos. Rara vez los parásitos se transmiten por transfusiones de sangre o agujas compartidas; también se informaron casos inusuales de enfermedad congénita transmitida de la madre al feto.
Algunos parásitos son endémicos en los Estados Unidos y otros países de altos recursos. Los ejemplos son el oxiuro Enterobius vermicularis, Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii, y parásitos entéricos como Giardia intestinalis (también conocido como G. duodenalis o G. lamblia) y especies de Cryptosporidium.
Los protozoos se distinguen de los helmintos por varias cualidades importantes.
Protozoos
Los protozoos son microorganismos unicelulares que se multiplican por división binaria simple (véase Protozoos extraintestinales y Protozoos intestinales y microsporidias). Los protozoos pueden multiplicarse en sus huéspedes humanos y el aumento de su carga provoca una infección incontenible. Salvo raras excepciones, las infecciones no producen eosinofilia.
Microsporidia
Microsporidia son microorganismos intracelulares formadores de esporas que solían clasificarse como protozoos, pero el análisis genético indica que son hongos o están estrechamente relacionados con ellos. La enfermedad humana se limita principalmente a las personas que tienen una infección por HIV u otras inmunodeficiencias graves. Las manifestaciones clínicas dependen de las especies infecciosas e incluyen gastroenteritis, afectación de los ojos o infección diseminada.
Helmintos
Los helmintos son multicelulares y tienen sistemas de órganos complejos. A su vez, pueden dividirse en
Gusanos redondos (nematodos)
Gusanos planos (platelmintos), que incluyen las tenias (cestodos) y las duelas (trematodos)
A diferencia de los protozoos, los helmintos no se multiplican en los seres humanos, pero pueden desencadenar reacciones eosinofílicas cuando migran a través de los tejidos. La mayoría de los helmintos desarrollan ciclos vitales complejos con parte de su vida fuera del huésped humano. Unos pocos, entre ellos el Strongyloides stercoralis, la Capillaria philippinensis y el Hymenolepis nana, pueden aumentar su carga por autoinfección (los descendientes reinfectan al mismo huésped en lugar de contagiar a otro). En la estrongiloidiasis, la autoinfección puede provocar hiperinfecciones diseminadas peligrosas para la vida en individuos inmunodeficientes, en particular en los que toman corticosteroides.
La gravedad de las infecciones helmínticas suele correlacionarse con la carga de parásitos, salvo en algunas excepciones, como cuando un solo áscaris causa pancreatitis aguda muy grave que amenaza la vida del paciente porque migra hacia el conducto pancreático y lo obstruye. La carga de parásitos depende del grado de exposición ambiental, ciertos factores relacionados con el parásito y las respuestas inmunitarias determinadas por los genes del huésped. Si un individuo se traslada de un área endémica, el número de parásitos adultos disminuye con el paso del tiempo. Algunos pocos parásitos (p. ej., Clonorchis sinensis) pueden sobrevivir varias décadas en los seres humanos, pero la mayoría tiene una vida media de unos pocos años o menos.
Los nematodos son helmintos cilíndricos no segmentados que miden entre 1 mm y 1 cm de longitud. Estos parásitos tienen una cavidad corporal que los distingue de los gusanos planos y las duelas. En cada especie, diferentes estadios del ciclo vital pueden infectar a los seres humanos. Hay cientos de millones de seres humanos infectados por nematodos que viven en los intestinos y son transmitidos por huevos o larvas en las heces, sobre todo Ascaris (ascariasis), anquilostomas, Trichuris (trichuriasis) y Strongyloides (estrongiloidiasis).
Los cestodos (tenias adultas) en su forma adulta son gusanos planos multisegmentados que carecen de un tubo digestivo y absorben los nutrientes directamente del intestino delgado del huésped. En el tubo digestivo del huésped, las tenias adultas pueden crecer mucho; hasta 40 m para una especie. Las tenias que infectan a los seres humanos incluyen tenia del pescado (Diphyllobothrium latum), tenia de la carne (Taenia saginata), y tenia del cerdo (Taenia solium).
Los trematodos (duelas) son gusanos planos no segmentados que infectan los vasos sanguíneos, os pulmones, el hígado o el tubo digestivo. Por lo general, no tienen más de unos pocos centímetros de longitud; sin embargo, algunos tienen solo 1 mm, y algunos son tan grandes como 7 cm. En los seres humanos, la mayoría de las infecciones por trematodos son causadas por especies de Schistosoma (esquistosomiasis), nematodos hepáticos como Fasciola hepatica(fascioliasis) y Clonorchis sinensis (clonorquiasis), además de nematodos pulmonares como ciertas especies de Paragonimus (paragonimiasis).
Diagnóstico de las infecciones parasitarias
Examen microscópico
Pruebas de antígeno y DNA
Los métodos usados para diagnosticar las enfermedades parasitarias especificas se reseñan en la tabla Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias.
Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias
Parásito | Muestra óptima | Detalles de la recolección | Comentarios |
|---|---|---|---|
Sangre | |||
Especies de Babesia | Frotis grueso y fino, igual que para las especies de Plasmodium | Obtener de la misma manera que para las especies de Plasmodium. | Usar tinción de Wright o Giemsa. La morfología es similar a la de las formas anulares de las especies de Plasmodium, aunque sin pigmento ni granulocitos. Las tétradas confirman el diagnóstico de las especies de Babesia, pero son infrecuentes. Los frotis de sangre de tipo gota gruesa pueden ser difíciles de interpretar y deben ser analizados solo por un microscopista experimentado. |
Filarias | Muestras de gota gruesa y fina a partir de 1 mL de sangre anticoagulada; si la primera muestra es negativa, 5–10 mL, concentratados mediante centrifugación o filtración | Microfilarias de Wuchereria bancrofti y Brugia malayi: extraer sangre entre las 10 de la noche y las 2 de la mañana. Loa loa, Dipetalonema perstans y Mansonella ozzardi: extraer sangre entre las 10 de la mañana y las 6 de la noche. | Use tinción de Giemsa o hematoxilina-eosina directamente o, para mayor sensibilidad, después de la concentración en formalina al 2% (técnica de Knott) o después de la filtración a través de una membrana Nucleopore. |
Especies de Plasmodium | Frotis grueso y fino de sangre capilar (es decir, punción digital o del lóbulo de la oreja con una lanceta desechables) o 5-10 mL de sangre fresca anticoagulada (de ser posible en tubos que contengan EDTA) | Obtener varias muestras durante la enfermedad aguda. Preparar los frotis con sangre capilar o sangre anticoagulada dentro de las 3 horas siguientes a la recolección. | Usar tinción de Wright o Giemsa. Confirmar que los portaobjetos estén limpios. |
Especies de Trypanosoma | Frotis finos de sangre capilar o 5-6 mL de sangre anticoagulada | Recolectar sangre capilar o anticoagulada. Frotis en portaobjetos. | Se utilizan varias técnicas de concentración para aumentar la sensibilidad. Los tripanosomas móviles se observan en preparaciones húmedas; la tinción de Giemsa (o Field) se usa para identificarlos en preparaciones fijadas. |
Médula ósea, otros tejidos reticuloendoteliales o líquido cefalorraquídeo | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis visceral) | Material aspirado de la médula ósea, el bazo, el hígado o ganglios linfáticos o frotis de la capa leucocitaria | Frotis en portaobjetos. | Use tinción de Giemsa, Wright-Giemsa o hematoxilina-eosina. |
Naegleria Acanthamoeba Balamuthia | Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. Examinar la muestra tan pronto como sea posible. | Examinarla con microscopia óptica o con contraste de fase. Los parásitos pueden detectarse por sus movimientos, pueden fijarse y teñirse con Giemsa y cultivarse. |
Rhodesiense Trypanosoma brucei gambiense | Material aspirado de ganglios linfáticos o chancro Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. | Usar preparados húmedos para identificar parásitos móviles o fijar y teñir con Giemsa o tinción de Field antes o después de la concentración de la muestra por centrifugación. |
Aspirado duodenal o biopsia yeyunal | |||
Especies de Giardia Especies de Cryptosporidium Especies de Cystoisospora Especies de Cyclospora Microsporidia Especies de Strongyloides | Muestra de aspirado duodenal o biopsia yeyunal | Examinar los aspirados de inmediato o fijarlos y teñirlos. Haga un examen histopatológico de las muestras de biopsia. | La identificación de huevos o larvas de Strongyloides requiere un preparado húmedo. Pueden usarse varias tinciones para arribar al diagnóstico (véase Heces más adelante para conocer más detalles). La microscopia electrónica de transmisión ha sido el método principal para la detección y la identificación de especies de microsporidios. |
Biopsia rectal | |||
Schistosoma mansoni Schistosoma japonicum | Biopsia rectal del pliegue dorsal (válvula de Houston) a alrededor de 9 cm del ano | Fijar para el examen histológico y aplastar un fragmento entre portaobjetos para aumentar la sensibilidad de la detección. | La identificación de la especie se basa en la morfología de los huevos. |
Sigmoidoscopia (proctoscopia) | |||
Entamoeba histolytica | Raspado fresco con una cureta o una cuchara de Volkmann, un fragmento de mucosa que se haya desprendido por la acción de un instrumento quirúrgico o material aspirado de una lesión con una pipeta de 1 mL con una perita de goma en el extremo (los hisopos no obtienen muestras satisfactorias) | Examinar la muestra de inmediato o después de su fijación y coloración. | Usar preparados húmedos o preparados fijados y teñidos (p. ej., con tricrómico) para detectar los trofozoítos y los quistes. Las heces deben examinarse en busca del antígeno o el DNA de E. histolytica; estas pruebas son más sensibles y pueden diferenciar E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Heces | |||
Especies de Cryptosporidium | Varias muestras de heces recién eliminadas (≥ 3) recolectadas todos los días o en días alternos | Refrigerar y examinar muestras recién eliminadas, conservarlas en formol u otro fijador. Manipular con cuidado ya que las muestras frescas y las conservadas en dicromato son infecciosas. El aspirado duodenal o la biopsia pueden ser diagnósticos. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, contraste con interferencia diferencial y de inmunofluorescencia. Colorear las muestras con a tinción de ácido alcohol modificada o de safranina modificada. Las pruebas para identificar antígenos o DNA en materia fecal son más sensibles. |
Especies de Cyclospora | Varias muestras de heces recién eliminadas recolectadas todos los días o en días alternos | Las muestras deben refrigerarse y examinarse en fresco o congeladas, o conservarse en formol al 10% o dicromato de potasio al 2,5%. Diferentes pruebas de laboratorio requieren distintas técnicas de preservación. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, microscopia de contraste con interferencia diferencial de luz brillante y con microscopia de fluorescencia ultravioleta. Los oocistos son autofluorescentes bajo luz ultravioleta. Las muestras fijadas pueden teñirse con colorante ácido alcohol modificado o safranina modificada. Un ensayo de esporulación puede diferenciar Cyclospora de algas azul-verdes. Las pruebas para identificar DNA en las heces son más específicas y más sensibles. |
Especies de Cystoisospora | Varias muestras de heces recién eliminadas recolectadas todos los días o en días alternos | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Los oocistos pueden observarse en preparados húmedoss con microscopia de contraste con interferencia diferencial en luz brillante o epifluorescencia. Las muestras fijadas deben teñirse con ácido alcohol modificado. Cuando las heces son negativas, el examen de aspirado duodenal o una muestra de biopsia puede ser diagnóstica. |
Entamoeba dispar Entamoeba histolytica Otras amebas | Se recolectan varias muestras de heces recién eliminadas (≥ 3) por la mañana | Examinar muestras sin formar o diarreicas antes de que transcurran 15 minutos de la deposición. Conservar las heces formadas en el refrigerador hasta su evaluación. Conservar en formalina u otro fijador. | Usar preparados húmedos y tinciones permanentes (p. ej., tricrómico) y técnicas de concentración para detectar los quistes. Deben examinarse las heces en busca del antígeno específico o DNA de E. histolytica, que es más sensible y puede distinguir a E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Especies de Enterobius | Huevos recolectados del área perianal sobre una tira de celofán y colocados en un portaobjetos | Se recolectan muestras del área perianal por la mañana antes de una deposición o del baño. | Los huevos de Enterobius se observan en ocasiones en muestras de heces, o en contenidos vaginales obtenidos durante una prueba de Papanicolaou. Se pueden observar gusanos adultos en la región perianal o en la vagina. |
Especies de Giardia | Múltiples muestras de heces recién eliminadas (≥ 3) recolectadas en días alternos por la mañana | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. Los trofozoítos también se pueden detectar en aspirados duodenales. | Examinar muestras directos y concentradas. Los quistes generalmente se observan en preparados húmedos y los trofozoítos se observan en portaobjetos fijados con tricrómico. Las pruebas para identificar antígenos o DNA en materia fecal son más sensibles. |
Microsporidia | Varias muestras de heces recolectadas todos los días o en días alternos | Pueden requerirse biopsias del intestino delgado si la evaluación de las heces es negativa. | Las muestras teñidas con métodos cromotrópicos son las empleadas con mayor frecuencia. Los agentes quimiofluorescentes como calcoflúor blanco también pueden utilizarse para la identificación rápida de estos microorganismos. La microscopia electrónica es el método más sensible y se emplea para definir la especie. Existen ensayos de DNA en heces o tejidos para algunas especies. |
Cestodos (tenias) Nematodos (gusanos redondos) Ascaris Anquilostoma Strongyloides Trichuris Trematodos (duelas) Otros | Múltiples muestras de heces recolectadas todos los días (se necesitan hasta 7 para Strongyloides) | Refrigere la muestra y examine en fresco, o fije en formol al 10% y concéntre el sedimento con acetato de etilo. | En la infección por Strongyloides, se detectan larvas activas; en el resto de las helmintiasis intestinales, se identifican huevos. Si la materia fecal se mantiene a temperatura ambiente, los huevos del anquilostoma pueden incubarse y liberar larvas que se pueden distinguir de las larvas de Strongyloides. Cuando se sospecha Strongyloides y el examen directo es negativo, se deben realizar una o más de las siguientes pruebas especializadas en heces; concentración de formalina-acetato de etilo, recuperación de larvas mediante la técnica del embudo de Baermann, cultivo mediante el método de placa de filtro de Harada-Mori o cultivo en placa de agar. |
Esputo o material aspirado de las vías respiratorias | |||
Especies de Paragonimus | Esputo reciente | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden ser necesarias técnicas de concentración. En ocasiones hay huevos en el líquido pleural. |
Especies de Strongyloides (hiperinfección) | Esputo, cualquier material aspirado, líquido obtenido por lavado broncoalveolar o material de drenaje | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden identificarse larvas activas en preparados húmedos o pueden fijarse y teñirse con Giemsa. |
Biopsia de pulmón | |||
Especies de Paragonimus | Biopsia pulmonar a cielo abierto o percutánea bajo guía fluoroscópica o tomográfica | Recoger y colocar en un recipiente estéril con solución fisiológica estéril. Preparación y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Se pueden identificar huevos y trematodos adultos. |
Piel | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis cutánea) | Biopsia de un área no ulcerada de la lesión e improntas citológicas o raspados | Búsqueda de amastigotes en preparaciones por impronta o frotis teñidos con Giemsa y en muestras de biopsia teñidas con hematoxilina-eosina. | Los amastigotes de LeishmaniaLson morfológicamente indistinguibles de los de Trypanosoma cruzi. Leishmania puede cultivarse a partir de biopsias de piel, pero el crecimiento in vitro puede llevar semanas. Existen ensayos moleculares para DNA de Leishmania. |
Onchocerca volvulus | En los pacientes infectados en África, deben usarse cortes de piel del muslo, los glúteos o la cresta ilíaca En los pacientes infectados en Latinoamérica, deben obtenerse cortes de piel de la cabeza, la escápula o los glúteos | Para cortar la piel, esta se desinfecta con alcohol, se inserta una aguja de diámetro 25 justo debajo de la epidermis, se levanta y se corte un pequeño trozo de tejido con un bisturí o una hoja de afeitar, o se usa una herramienta de biopsia por punción esclerocorneal. No deben provocarse hemorragias. Examen en fresco, o fijación en metanol y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Deben examinarse muestras suspendidas en solución fisiológica para detectar microfilarias móviles que migran de la lesión en la piel. Las microfilarias pueden observarse en los cortes de tejidos. |
Secreciones o biopsia urogenital | |||
Schistosoma haematobium, en ocasiones S. japonicum | Orina recién emitida o biopsia vesical, en particular del área circundante al trígono | El horario recomendado para la recolección de la orina es entre el mediodía y las 3 de la tarde. La centrifugación aumenta la detección. | Los huevos se pueden identificar en preparados húmedos de orina o en muestras de biopsia de la vejiga. |
Especies de Trichomonas | Hisopados estériles de la vagina, la uretra o secreciones prostáticas colocados en un tubo con una pequeña cantidad de solución fisiológica estéril | Indicarle a la paciente que no se duche entre 3 y 4 días antes de la recolección de la muestra. Enviar la muestra al laboratorio tan pronto como sea posible. | La identificación de microorganismos móviles en preparados húmedos es el método más rápido. El anticuerpo de fluorescencia directa en busca de parásitos es más sensible y el cultivo es el método más sensible, pero tarda entre 3 y 7 días. Existen pruebas de amplificación de ácidos nucleicos. |
LBA = lavado broncoalveolar; EDTA = ácido etilendiaminotetraacético UV = ultravioleta. | |||
Basado en CDC: Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern, que aporta instrucciones detalladas. | |||
Las infecciones parasitarias deben tenerse en cuenta en el diagnóstico diferencial de los síndromes clínicos que aparecen en residentes o viajeros a áreas donde las condiciones higiénico-sanitarias no son adecuadas o donde las enfermedades transmitidas por vectores son endémicas. Por ejemplo, la aparición de fiebre en un viajero que regresa de un área endémica puede sugerir la posibilidad de paludismo. Las personas que han emigrado de áreas endémicas a países no endémicos y que regresan a sus hogares para visitar a amigos y familiares tienen un riesgo particularmente alto. Con frecuencia, no buscan vacunas, medicamentos y asesoramiento previos al viaje para prevenir la enfermedad y es más probable que pasen tiempo en áreas de alto riesgo en comparación con los individuos que se alojan en instalaciones turísticas (1).
Aunque es menos frecuente, también debe considerarse la posibilidad de infección parasitaria adquirida en forma local en residentes de países con sistemas de saneamiento modernos que presentan síndromes clínicos sugestivos, incluso si no han viajado; algunos parásitos son endémicos de los países desarrollados y otros (principalmente los que se transmiten por vía fecal-oral) pueden contagiarse de viajeros infectados.
Los antecedentes, los hallazgos en la exploración física y los datos de las pruebas de laboratorio también pueden sugerir una infección parasitaria específica. Por ejemplo, la eosinofilia es frecuente cuando los helmintos viajan a través del tejido y sugiere una infección parasitaria en un inmigrante o un viajero que regresó a su hogar.
El diagnóstico de infecciones parasitarias se basó en la identificación de óvulos, larvas o parásitos adultos en heces, sangre, tejido u otras muestras o en la presencia de anticuerpos en el suero, pero el diagnóstico se basa cada vez más en la identificación de antígenos del parásito o pruebas moleculares para el DNA del parásito.
En numerosos centros médicos importantes, clínicas de asesoramiento por viajes y centros de salud pública pueden realizarse consultas a médicos con experiencia en infecciones parasitarias y enfermedades tropicales.
Para una descripción detallada de los métodos de diagnóstico, véase Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern de los Centers for Disease Control and Prevention (CDC).
Parásitos del tubo digestivo
Varios estadios de protozoos y helmintos que infectan el tubo digestivo se eliminan típicamente a través de las heces. La detección sistemática requiere el examen de las muestras de heces, de ser posible 3 muestras recolectadas en diferentes días, porque la eliminación puede variar. La sensibilidad de los exámenes de heces para detectar huevos y parásitos es tan baja que cuando el médico considera con intensidad la posibilidad de esta infección, debe considerarse el tratamiento empírico. Ahora están disponibles análisis sensibles y específicos para detectar antígenos de G. intestinalis, especies de Giardia, Cryptosporidium y Entamoeba histolytica en las heces. Aunque son costosas, también existen pruebas moleculares para Giardia, Cryptosporidium, E. histolytica y Cyclospora. Las pruebas para uno o más de estos organismos generalmente se incluyen en los paneles basados en PCR (reacción en cadena de la polimerasa) para patógenos bacterianos, virales y parasitarios entéricos en muestras de heces (véase tabla Pruebas serológicas y moleculares para infecciones parasitarias).
Las muestras de heces recién eliminadas no contaminadas con orina, agua, suciedad ni desinfectantes deben enviarse al laboratorio dentro de la hora siguiente a la emisión; las heces no formadas o acuosas tienen más probabilidades de contener trofozoítos móviles. Si no se examinan de inmediato, las heces deben refrigerarse, pero no congelarse. Algunas porciones de las heces recién eliminadas también deben emulsificarse en fijadores para conservar los protozoos gastrointestinales. Pueden usarse técnicas de conservación para aumentar la sensibilidad de la muestra. Se puede aplicar una cinta de celofán en el área anal u obtener un hisopado anal para recoger los huevos de oxiuros o tenias. Si se sospecha estrongiloidiasis, se deben realizar una o más pruebas especializadas en heces si no se observan larvas en el examen directo de las heces frescas. Los antibióticos, el material de contraste radiológico, los laxantes y los antiácidos pueden comprometer la detección de los huevos y los parásitos durante varias semanas.
Debe considerarse la indicación de sigmoidoscopia o colonoscopia en pacientes con síntomas digestivos persistentes cuando los exámenes habituales en heces son negativos y se cree firmemente en la posibilidad de una amebiasis. Las muestras obtenidas con sigmoidoscopia deben tomarse con cureta o cucharilla (los hisopos no son adecuados) y procesarse de inmediato para su evaluación microscópica. Puede requerirse material aspirado del duodeno o biopsia del intestino delgado para el diagnóstico de ciertas infecciones como criptosporidiosis y microsporidiosis.
Pruebas serológicas para detectar infecciones parasitarias
Algunos parásitos pueden detectarse con pruebas serológicas (véase tabla Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias).
Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias
Infección | Anticuerpo | Antígeno o DNA/RNA |
|---|---|---|
Protozoos | ||
Tripanosomiasis africana (T. b. gambiense solo) | Prueba de aglutinación en tarjeta para Trypanosoma brucei gambiense, otras pruebas rápidas de flujo lateral | — |
Amebiasis | EIA, IHA | Materia fecal: antígeno (EIA), PCR |
Babesiosis | IF | Sangre: PCR |
Enfermedad de Chagas | EIA, IFA, IB | Sangre, tejido o LCR: PCR |
Criptosporidiosis | — | Materia fecal: antígeno (EIA), PCR |
Ciclosporiasis | — | Heces: PCR |
Infección por amebas de vida libre (Acanthamoeba, Naegleria fowleri, y Balamuthia mandrillaris) | IFA de tejido encefálico, piel o córnea para Acanthamoeba (rara vez se encuentra en el LCR) IFA de muestras de tejido (Balamuthia) | LCR, cerebro u otro tejido: PCR LCR o tejido: IFA (Naegleria fowleri) |
Giardiasis | — | Materia fecal: antígeno (EIA), DFA, PCR |
Leishmaniasis | EIA o IFA (para leishmaniasis visceral pero no para la cutánea) | Sangre o tejido: PCR |
Paludismo | Inmunofluorescencia (no para la malaria aguda) | Sangre: ICG para antígeno (prueba de diagnóstico rápido), PCR |
Microsporidiosis | — | Heces o tejidos: inmunofluorescencia para antígeno, PCR |
Toxoplasmosis | IFA, EIA (IgG e IgM) | Tejido o sangre: PCR |
Tricomoniasis | DFA (secreción urogenital) | Secreción urogenital: PCR |
Nematelmintos | ||
Filariasis linfática (Wuchereria bancrofti) | EIA | Sangre: antígeno (ICG; no disponible en los Estados Unidos) |
Estrongiloidiasis | EIA, IFA, IHA | Muestras de materia fecal, aspirado duodenal, y/o biopsia (posiblemente esputo en infecciones diseminadas): PCR/LAMP |
Triquinelosis | EIA, IFA | — |
Toxocariasis | EIA (mayor sensibilidad para la enfermedad visceral que para la enfermedad ocular), IB | — |
Duelas | ||
Paragonimiasis | CF, IB, EIA | — |
Esquistosomiasis | FAST-ELISA, IB, IHA, EIA | Sangre, orina y/o heces: detección de antígenos; la PCR está disponible en algunos laboratorios de referencia |
Fascioliasis | EIA, IB | –- |
Tenias | ||
Hidatidosis | EIA (IgG), IHA, IFA, IB | — |
Neurocisticercosis (Taenia solium) | IB (suero o LCR), EIA | Suero o líquido cefalorraquídeo: antígeno (utilizado para evaluar las respuestas a la terapia, no lo bastante sensible para el diagnóstico) Líquido cefalorraquídeo: PCR (disponibilidad limitada) |
CDC = Centers for Disease Control and Prevention; FC = fijación del complemento; LCR = líquido cefalorraquídeo; DFA = prueba de anticuerpo fluorescente directo; EIA = enzimoinmunoensayo; FAST-ELISA = ensayo de inmunoadsorción ligado a enzimas de Falcon; IB = inmunoblot; ICG = prueba inmunocromatográfica; IFA = prueba de anticuerpo fluorescente indirecto; IHA = hemaglutinación indirecta; LAMP = amplificación isotérmica mediada por bucles; PCR = reacción en cadena de la polimerasa; MET = microscopia electrónica de transmisión. | ||
NOTA: se comercializan algunos equipos para la detección de antígenos y parásitos. Otros están disponibles en los CDC u otros laboratorios de referencia. Las pruebas moleculares (p. ej., PCR) para DNA están disponibles para detectar protozoos entéricos en muestras de heces, pero son costosas. Las pruebas moleculares para otros parásitos están disponibles en laboratorios de referencia o de investigación. | ||
Basado en CDC’s Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern. | ||
Referencia
1. Bacaner N, Stauffer B, Boulware DR, et al: Travel medicine considerations for North American immigrants visiting friends and relatives. JAMA 291(23):2856-2864, 2004. doi:10.1001/jama.291.23.2856
Tratamiento de las infecciones parasitarias
Diversos tratamientos según la infección específica
(Véase en infecciones específicas en el MANUAL).
Puede pedirse asesoramiento para tratar a pacientes con infecciones parasitarias en centros médicos grandes y oficinas de salud pública, y también en clínicas de viajeros, en el sitio web de los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) web site, en libros de texto sobre enfermedades infecciosas y tropicales y su síntesis en The Medical Letter on Drugs and Therapeutics.
Algunos medicamentos que no están aprobados por la Food and Drug Administration de los Estados Unidos para las infecciones parasitarias pueden obtenerse en CDC Drug Service.
Prevención de las infecciones parasitarias
A pesar de la inversión y la investigación sustanciales, en la actualidad solo hay una vacuna disponible para la prevención de las infecciones parasitarias humanas, y es para el paludismo (véase WHO recommends groundbreaking malaria vaccine for children at risk). De lo contrario, la prevención se basa en gran medida en estrategias de evitación.
La transmisión de la mayoría de los parásitos intestinales puede prevenirse mediante
La eliminación higiénica de las heces
Lavado de manos
La cocción adecuada de los alimentos
La provisión de agua purificada
Para el viajero internacional, el mejor consejo es “cocínalo, hiérvelo, pélalo u olvídalo”. Cuando se cumplen estas medidas, se reduce aunque no se elimina el riesgo de desarrollar infecciones parasitarias intestinales, así como el riesgo de gastroenteritis bacteriana y viral. El lavado de manos es muy importante después del uso de baños y letrinas y antes de la preparación de alimentos. La carne, en particular de cerdo, y el pescado, especialmente de agua dulce, deben cocinarse bien antes de consumirse. Otra medida de seguridad consiste en eliminar las cajas para desechos de gatos de las áreas donde se preparan los alimentos para prevenir la toxoplasmosis. No se debe nadar en lagos, lagunas o ríos donde la esquistosomiasis es endémica ni caminar con los pies descalzos o sentarse desnudo en zonas donde puedan hallarse anquilostomas.
La prevención de la malaria y de muchas otras enfermedades transmitidas por vectores involucra
Vestimenta de camisas de manga larga y pantalones largos
Se aplican repelentes de insectos con dietiltoluamida (DEET) en la piel expuesta y permetrina en las prendas
Uso de mosquiteros en las ventanas, aire acondicionado y tules sobre las camas impregnados en permetrina u otros insecticidas
Para residentes en áreas no endémicas que viajan a regiones donde se transmite la malaria y reciben medicamentos antipalúdicos profilácticos
Los individuos que viajan a zonas rurales de Latinoamérica no deben dormir en casas de adobe donde las vinchucas pueden transmitir la enfermedad de Chagas. En África, los viajeros deben evitar las ropas de colores brillantes y vestir camisas y pantalones largos para prevenir la picadura de la mosca tsetsé en las regiones africanas donde puede contraerse la enfermedad del sueño.
Pueden obtenerse recomendaciones específicas para viajes a diversos países en Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Travelers' Health y CDC Yellow Book.
Más información
Los siguientes recursos en inglés de la Organización Mundial de la Salud (OMS) y los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) pueden ser útiles. Tenga en cuenta que el MANUAL no es responsable por el contenido de estos recursos.
