Les parasites de l'homme sont des microrganismes qui vivent sur ou dans une personne et tirent leurs nutriments de cette personne (l'hôte).
Il existe 3 types de parasites:
Microrganismes unicellulaires (protozoaires et microsporidies)
Helminthes multicellulaires (vers, dont les nématodes, les cestodes et les trématodes)
Ectoparasites (p. ex., gale, poux)
Les infections parasitaires par des protozoaires et des helminthes sont responsables d'une morbidité et d'une mortalité élevées dans le monde (1). Les infections parasitaires sont particulièrement fréquentes en Amérique centrale et du Sud, en Afrique et en Asie. Elles sont beaucoup moins fréquentes en Australie, au Canada, en Europe, au Japon, en Nouvelle-Zélande et aux États-Unis. L'impact le plus important porte sur les résidents des régions tropicales à ressources limitées ayant un mauvais assainissement. Cependant, des infections parasitaires peuvent se développer dans les pays à ressources élevées dotés de systèmes d'assainissement adéquats chez les immigrants et les voyageurs de retour de régions endémiques et, occasionnellement, chez des résidents qui n'ont pas voyagé, en particulier chez les personnes infectées par le VIH ou présentant d'autres états d'immunodéficience.
Certains parasites se sont adaptés aux conditions de vie anaérobies de la lumière intestinale ou du vagin; d'autres résident dans le sang ou les tissus de divers organes où les conditions sont aérobies.
De nombreuses infections parasitaires intestinales sont propagées par voie fécale-orale (ingestion d'aliments ou d'eau contaminés par des matières fécales). De ce fait, elles sont très fréquentes dans les régions où l'hygiène et les conditions sanitaires sont mauvaises. Certains parasites, tels que les ankylostomes, peuvent pénétrer à travers la peau lors d'un contact avec un sol contaminé ou, dans le cas des schistosomes, avec de l'eau douce contaminée. Certaines infections parasitaires, telles que le paludisme, sont transmises par des vecteurs arthropodes, tandis que d'autres, telles que la trichomonase, sont sexuellement transmises. Rarement, les parasites sont transmis par transfusion sanguine, par partage d'aiguilles ou de façon congénitale de la mère au fœtus.
Certains parasites sont endémiques aux États-Unis et dans d'autres pays riches en ressources. Les exemples incluent Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii, et des parasites entériques tels que Giardia intestinalis (également connu sous le nom de G. duodenalis ou G. lamblia), les espèces de Cryptosporidium, et Enterobius vermicularis (oxyure) (2).
Les caractéristiques des infections à protozoaires, à microsporidies, à helminthes et des ectoparasitoses varient sur des points importants.
Protozoaires
Les protozoaires sont des microrganismes unicellulaires qui se multiplient par division binaire simple (voir Revue générale des amibes libres et Revue générale des infections intestinales à protozoaires et microsporidies). Les protozoaires peuvent se multiplier très activement chez les hôtes humains et entraîner une infection disséminée.
À de rares exceptions près, comme les espèces Isospora, les infections à protozoaires n'entraînent pas d'éosinophilie.
Microsporidies
Les microsporidies sont des microrganismes formant des spores intracellulaires qui étaient auparavant classés dans les protozoaires, mais l'analyse génétique indique qu'il s'agit de champignons ou de microrganismes qui leurs sont étroitement apparentés.
La maladie humaine se limite principalement aux personnes infectées par le VIH ou présentant une autre affection immunodéprimante.
Les manifestations cliniques dépendent des espèces infectantes et comprennent une gastro-entérite, une atteinte des yeux ou une infection disséminée.
Helminthes
Les helminthes sont multicellulaires et pourvus d'organes complexes et différenciés.
Les helminthes peuvent être subdivisés en
Vers ronds, (nématodes)
Vers plats (plathelminthes), qui comprennent les ténias (cestodes) et les douves (trématodes)
Les helminthes, en revanche, ne se multiplient généralement pas chez l'homme, mais peuvent entraîner une élévation de l'éosinophilie lorsqu'ils migrent dans les tissus. La plupart des helminthes ont des cycles évolutifs complexes qui se caractérisent par une longue phase de développement en dehors leur hôte humain. Certains, dont Strongyloides stercoralis, Capillaria philippinensis et Hymenolepis nana, peuvent se multiplier par un phénomène d'auto-infection (réinfection du même hôte plutôt qu'élimination pour infecter un autre hôte). Dans la strongyloïdose, l'auto-infection peut provoquer des hyperinfections disséminées graves représentant un risque mortel chez le patient immunodéprimé, en particulier qui prend des corticostéroïdes (car ils tuent les éosinophiles, qui sont directement impliqués dans les réponses immunitaires anti-helminthiques) ou d'autres immunosuppresseurs, ou chez les receveurs de greffe de cellules souches hématopoïétiques.
La gravité des infections helminthiques est habituellement liée à la charge vermineuse, cependant, il existe des exceptions, par exemple, lorsqu'un seul parasite Ascaris adulte peut être responsable d'une pancréatite aiguë engageant le pronostic vital, en migrant dans le canal pancréatique et en l'obstruant. La charge vermineuse dépend du degré d'exposition environnementale, de facteurs liés au parasite et des réponses immunitaires de l'hôte. Si une personne infectée quitte une région d'endémie, le nombre de vers adultes qu'elle héberge diminue avec le temps en raison de l'absence de réexposition fréquente. Bien que quelques helminthes (p. ex., Clonorchis sinensis) puissent survivre des décennies chez l'homme, de nombreuses espèces n'ont une durée de vie que de quelques années, voire moins.
Les nématodes sont des vers cylindriques non segmentés dont la taille varie de 1 mm à 1 m de longueur. Les nématodes ont une cavité interne, qui les distingue des ténias et des trématodes. Selon les espèces, différents stades dans leur cycle évolutif sont infectants pour l'homme. Des centaines de millions d'humains sont infectés par des nématodes qui vivent dans les intestins et sont transmis par les œufs ou les larves dans les selles; les plus fréquents sont Ascaris (ascaridiase), Enterobius vermicularis (oxyures), ankylostomes, Trichuris (trichuriase) et Strongyloides (strongyloïdose).
Les cestodes (ténias) adultes sont des vers allongés, plats et segmentés, dépourvus de tube digestif, mais ils absorbent les substances nutritives directement dans l'intestin grêle de l'hôte définitif. Dans l'appareil digestif de l'hôte, les ténias adultes peuvent atteindre une grande taille, jusqu'à 40 m pour une espèce. Les ténias qui infectent les humains comprennent le Diphyllobothrium latum (ténia du poisson), le Taenia saginata (ténia du bœuf), et le Taenia solium (ténia du porc).
Les trématodes (douves) sont des vers plats non segmentés qui infestent les vaisseaux, le foie, les poumons, et l'appareil digestif. Ils ne dépassent habituellement pas quelques centimètres de long; cependant, certains ne font qu'1 mm et certains atteignent jusqu'à 7 cm de long. Chez l'homme, la plupart des infections par les trématodes sont causées par des espèces de Schistosoma (schistosomiase); les douves du foie, y compris Fasciola hepatica (fasciolose) et Clonorchis sinensis (clonorchiase); et les douves pulmonaires, y compris certaines espèces de Paragonimus (paragonimose).
Ectoparasites
Les ectoparasites sont des organismes qui vivent à la surface externe d'un hôte et se nourrissent de ses tissus ou de ses fluides corporels. Ils produisent des œufs et les déposent sur ou dans la peau de l'hôte. Les ectoparasites comprennent les poux, les tiques, les acariens, les punaises de lit et les puces.
Les poux, y compris les poux de tête (Pediculus humanus var. capitis), les poux de corps (P. humanus var. corporis) et les poux du pubis (Phthirus pubis), se nourrissent de sang. Ils sont habituellement asymptomatiques mais peuvent provoquer des démangeaisons; ils sont hautement contagieux.
Les tiques se nourrissent de sang et transmettent diverses maladies, telles que la maladie de Lyme (espèces de Borrelia, espèces d'Ixodes) et la fièvre pourprée des montagnes Rocheuses (Rickettsia rickettsii).
Les acariens sont de minuscules insectes qui se nourrissent de cellules mortes de la peau. Ils peuvent provoquer des infestations cutanées, telles que la gale (Sarcoptes scabiei) ou la démodécie (acariens Demodex). En raison de leur préférence pour les environnements chauds et humides, on les trouve souvent en intérieur, notamment dans les chambres à coucher et autres pièces équipées de moquette. Ils sont principalement impliqués dans l'exacerbation de la rhinoconjonctivite allergique et de l'asthme chez les personnes sensibilisées. Les acariens de poussière peuvent provoquer une hypersensibilité pulmonaire.
Les punaises de lit (Cimex lectularis et C. hemipterus) sont de petits ectoparasites qui se nourrissent exclusivement de sang et vivent à la surface externe des hôtes humains et animaux. Elles sont devenues des ectoparasites humains largement répandus dans le monde, principalement en raison de l'augmentation des voyages internationaux et du développement de résistances aux insecticides. Les punaises de lit utilisent divers signaux, notamment la chaleur, le dioxyde de carbone et les odeurs corporelles, pour localiser leurs hôtes principaux, les humains.
Les puces se nourrissent de sang et provoquent une dermatite et des infections bactériennes secondaires. Elles servent aussi de vecteurs transmettant des infections, notamment la maladie des griffes du chat (Bartonella henselae), le typhus murin (Rickettsia typhi) et la peste (Yersinia pestis). Les piqûres de puces peuvent provoquer des démangeaisons et des réactions allergiques.
Les ectoparasites suivent généralement un cycle de vie comprenant les stades d'œuf, de larve et d'adulte. Leurs cycles de vie peuvent varier considérablement, certains ectoparasites se reproduisant rapidement et affectant les hôtes en peu de temps. Ils sont généralement transmis par contact direct avec un hôte infecté ou par l'environnement (p. ex., les puces et les poux ont tendance à se propager facilement dans des conditions de vie surpeuplées, les tiques peuvent s'attacher à un hôte traversant des zones herbeuses ou boisées).
Références générales
1. Torgerson PR, Devleesschauwer B, Praet N, et al. World Health Organization Estimates of the Global and Regional Disease Burden of 11 Foodborne Parasitic Diseases, 2010: A Data Synthesis. PLoS Med. 2015;12(12):e1001920. Published 2015 Dec 3. doi:10.1371/journal.pmed.1001920
2. Pyzocha N, Cuda A. Common Intestinal Parasites. Am Fam Physician. 2023;108(5):487-493.
Diagnostic des infections parasitaires
Examen microscopique
Tests d'antigène et d'ADN
Les méthodes utilisées pour diagnostiquer des maladies parasitaires spécifiques sont résumées dans le tableau Types de prélèvement et de techniques de diagnostic microscopique des infections parasitaires.
Types de prélèvement et de techniques de diagnostic microscopique des infections parasitaires
Parasite | Échantillon optimal | Détails de prélèvement | Commentaires |
|---|---|---|---|
Sang | |||
Plasmodium spp | Frottis minces et goutte épaisse de sang capillaire (c'est-à-dire, au niveau du doigt ou du lobe de l'oreille, à l'aide d'un bistouri jetable) ou 5–10 mL de sang anticoagulé frais (de préférence dans des tubes de prélèvement contenant de l'EDTA) | Recueillir des prélèvements pendant la phase aiguë de la maladie. Préparer les frottis de capillaire ou du sang sur anticoagulant dans les 3 heures suivant le prélèvement. | Coloration de Wright ou de Giemsa. S'assurer que les lames sont très propres. |
Babesia spp | Frottis épais et minces comme pour les espèces de Plasmodium | Prélever comme pour Plasmodium spp. | Coloration de Wright ou de Giemsa. La morphologie est semblable à celle des Plasmodium spp en forme d'anneau mais sans pigment ni gamétocytes. Les tétrades assurent le diagnostic de Babesia spp mais ne sont pas fréquentes. Les frottis sanguins épais peuvent être difficiles à interpréter et ne doivent être effectués que par un microscopiste expérimenté. Un motif en « croix de Malte » peut être observé sur un frottis sanguin. |
Filarioses | Frottis fin et épais provenant d'1 mL de sang anticoagulé; si le premier prélèvement est négatif, obtenir 5 à 10 mL concentrés par centrifugation ou filtration | Microfilaires de Wuchereria bancrofti et Brugia malayi: prélever le sang entre 22 heures et 2 heures du matin. Microfilaires de Loa loa, Dipetalonema perstans, et Mansonella ozzardi: prélever le sang entre 10 heures du matin et 18 heures. Les filaires présentent une périodicité diurne, et les prélèvements doivent être réalisés à des périodes spécifiques afin d'optimiser le rendement. | Colorer directement au Giemsa ou à l'hématoxyline-éosine ou, pour une plus grande sensibilité, après concentration dans du formol à 2% (technique de Knott) ou après filtration à travers une membrane nucleopore. |
Trypanosoma spp | Frottis mince de sang capillaire ou 5–6 mL de sang anticoagulé | Prélever du sang capillaire ou anticoagulé. Frottis sur lames de verre. | Diverses techniques de concentration sont utilisées pour améliorer la sensibilité. Les trypanosomes motiles sont visibles dans les préparations humides; la coloration de Giemsa (ou de Field) permet de les identifier dans des préparations fixées. |
Moelle osseuse, autres tissus réticuloendothéliaux ou liquide céphalorachidien | |||
Leishmania spp (leishmaniose viscérale) | Ponction de la moelle osseuse, de la rate, du foie ou des ganglions lymphatiques ou frottis de concentrés leucocytaires | Frottis sur lames de verre. | Utiliser la coloration de Giemsa, de Wright-Giemsa ou la coloration à l'hématoxyline-éosine. |
Naegleria Acanthamoeba Balamuthia | Liquide céphalorachidien frais | Utiliser une technique de prélèvement stérile. Examiner les prélèvements dès que possible. | Examiner sur un microscope en lumière ordinaire ou en contraste de phase. Les parasites peuvent être détectés en raison de leurs mouvements; ils peuvent être fixés et colorés au Giemsa ou cultivés. |
Trypanosoma brucei rhodesiense Trypanosoma brucei gambiense | Ponction-aspiration des ganglions lymphatiques ou d'un chancre Liquide céphalorachidien frais | Utiliser une technique de prélèvement stérile. | Utiliser un montage humide* pour identifier les parasites mobiles ou les fixer et les colorer au Giemsa ou une coloration de champ avant ou après la concentration par centrifugation. |
Aspiration duodénale ou biopsie jéjunale | |||
Giardia spp Cryptosporidium spp Cystoisospora spp Cyclospora spp Microsporidies Strongyloides spp | Aspirat duodénal ou prélèvement de biopsie jéjunale pendant l'endoscopie | Examiner les prélèvements obtenus par aspiration immédiatement ou les fixer et les colorer. Effectuer l'examen histopathologique des prélèvements biopsiques. | Utiliser un montage humide d'aspirations pour identifier les ovules ou larves de Strongyloides. Des colorations multiples peuvent être utilisées pour un diagnostic (voir Selles ci-dessous pour les détails). La microscopie électronique à transmission est la principale méthode de détection et d'identification des microsporidies. |
Biopsie rectale | |||
Schistosoma mansoni Schistosoma japonicum | Prélèvement de biopsie rectale au niveau du pli dorsal (valve de Houston), à environ 9 cm de l'anus. | Fixer pour l'examen histopathologique et écraser un fragment entre 2 lames pour augmenter la sensibilité. | L'identification de l'espèce repose sur la morphologie des œufs. |
Sigmoïdoscopie (rectoscopie) | |||
Entamoeba histolytica | Grattage avec une curette ou à l'aide d'une pince Volkmann, biopsie muqueuse, ou aspiration d'une lésion au moyen d'une pipette d'1 mL munie d'une poire (les coton-tiges ne sont pas efficaces) | Examiner le prélèvement immédiatement ou après fixation et coloration. | Utiliser des montages humides ou des lames fixées et colorées (p. ex., au trichrome) pour détecter les trophozoïtes et les kystes. Les selles doivent être testées à la recherche de l'antigène ou de l'ADN d'E. histolytica; ces tests sont plus sensibles et peuvent différencier E. histolytica d'E. dispar et d'autres amibes non pathogènes. |
Selles | |||
Cryptosporidium spp | Examen des selles à la recherche d'œufs et de parasites sur plusieurs selles fraîchement recueillies (≥ 3) quotidiennement ou 1 jour/2 | Réfrigérer et examiner les prélèvements frais ou les conserver dans du formol ou un autre fixateur. Les manipuler avec précaution; les selles fraîches et conservées dans du dichromate sont infectantes. L'aspiration ou la biopsie duodénale peut être diagnostique. | Examiner les montages humides sous hydroxyde de potassium au microscope à la lumière conventionnelle, ou en contraste d'interférence différentiel et par immunofluorescence directe. Colorer les prélèvements par la technique de coloration acido-résistante ou à la safranine, modifiées. Les tests détectant les antigènes ou l'ADN sont plus sensibles. |
Cyclospora spp | Examen des œufs et parasites dans les selles sur plusieurs selles fraîchement recueillies quotidiennement ou 1 jour/2 | Les échantillons doivent être réfrigérés et examinés frais ou congelés ou conservés dans du formol à 10% et du dichromate de potassium à 2,5%. Différents tests de laboratoire nécessitent différentes techniques de conservation. Les techniques de concentration augmentent la sensibilité. | Examiner les montages humides sous hydroxyde de potassium en lumière conventionnelle, contraste d'interférence différentielle et microscopie par fluorescence. Les oocystes sont auto fluorescents à la lumière UV. Les prélèvements fixés peuvent être colorés par la technique de coloration acido-résistante modifiée ou à la safranine, modifiées. Un test de sporulation peut différencier les algues Cyclospora des algues bleu-vert. Les dosages de l'ADN dans les selles sont spécifiques et plus sensibles. |
Cystoisospora spp | Examen des œufs et parasites dans les selles sur plusieurs selles fraîchement recueillies quotidiennement ou 1 jour/2 | Examiner frais, ou conserver dans le formol ou un autre fixateur. Les techniques de concentration augmentent la sensibilité. | Les oocystes peuvent être visualisés sur montage humide sous hydroxyde en microscopie par contraste d'interférence différentielle ou par microscopie à épifluorescence. Colorer les prélèvements fixés par la technique de coloration acido-résistante modifiée. Lorsque les selles sont négatives, l'examen de l'aspiration duodénale ou d'un échantillon de biopsie peut être diagnostique. |
Entamoeba dispar Entamoeba histolytica Autres amibes | Plusieurs selles fraîchement émises recueillies le matin | Examiner les prélèvements de selles molles ou diarrhéiques dans les 15 min. Garder les selles fermes réfrigérées jusqu'à l'examen. Conserver dans du formol ou un autre fixateur. | Utiliser des montages humides et des lames colorées de façon permanente (par ex., coloration trichrome) et des techniques de concentration pour les kystes. Les selles doivent être testées à la recherche de l'antigène ou de l'ADN d'E. histolytica; ces tests sont plus sensibles et peuvent différencier E. histolytica d'E. dispar et d'autres amibes non pathogènes. |
Enterobius spp | Les œufs prélevés dans la zone située autour de l'anus sur un ruban adhésif et placés sur une lame en verre Examen de routine des selles à la recherche d'œufs et de parasites sur plusieurs selles fraîchement recueillies quotidiennement ou 1 jour/2 | Recueillir dans la zone située autour de l'anus le matin avant la toilette ou la défécation. | Les œufs d'Enterobius sont parfois observés dans un prélèvement de selles ou dans un prélèvement cervical ou vaginal (par exemple, comme découverte fortuite lors d'un test de Papanicolaou [Pap]). Les vers adultes peuvent être observés lors de l'examen de la région périanale ou du vagin. |
Giardia spp | Plusieurs selles fraîchement recueillies (≥ 3) le matin 1 jour/2 Aspirations duodénales obtenues par endoscopie digestive haute pour détecter les trophozoïtes | Examiner frais, ou conserver dans du formol ou un autre fixateur. | Faire un examen direct et après concentration. Les kystes sont habituellement vus dans les montages humides et les trophozoïtes sont vus sur des lames colorées au trichrome. Les tests détectant les antigènes ou l'ADN sont plus sensibles. |
Microsporidies | Plusieurs selles recueillies quotidiennement ou 1 jour/2 | Des biopsies de l'intestin grêle peuvent être nécessaires si les selles sont négatives. | Les prélèvements colorés par des méthodes chromotropiques sont les plus utilisés. Des agents chémofluorescents comme le Calcofluor blanc peuvent aussi être utilisés pour une identification rapide. La microscopie électronique est la technique la plus sensible et est utilisée pour la spéciation. Des dosages de l'ADN dans les selles ou les tissus sont disponibles pour certaines espèces. |
Cestodes (Ténias) Nématodes (vers ronds) Ascaris Ankylostomes Strongyloides Trichuris Trématodes (Douves) Autres | De multiples selles recueillies quotidiennement (jusqu'à 7 nécessaires pour Strongyloides) | Réfrigérer le prélèvement et l'examiner frais ou le fixer dans du formol à 10% et le concentrer par sédimentation au formol-acétate d'éthyle. | Les larves mobiles sont observées avec Strongyloides; des œufs sont observés dans le cas d'autres helminthes intestinaux. Si les selles sont maintenues à température ambiante, les œufs d'ankylostome peuvent éclore, libérant des larves qui doivent être différenciées des larves de Strongyloides. Lorsqu'une infection à Strongyloides est suspectée et que l'examen direct est négatif, ≥ 1 des examens spécialisés suivants sur les selles doit être réalisé:
|
Crachats ou aspiration des voies respiratoires | |||
Paragonimus spp | Crachats frais | Examiner les prélèvements dès que possible ou les préserver un examen ultérieur. | Des techniques de concentration peuvent être nécessaires. Occasionnellement, des ovules sont présents dans le liquide pleural. |
Strongyloides spp (hyperinfection) | Crachats, toute matière aspirée, liquide obtenu par lavage alvéolaire ou matériel de drainage | Examiner les prélèvements dès que possible ou les conserver pour un examen ultérieur. | Les larves mobiles peuvent être observées en montage humide ou peuvent être fixées et colorées au Giemsa. |
Biopsie pulmonaire | |||
Paragonimus spp | Biopsie pulmonaire à ciel ouvert ou biopsie percutanée guidée par radioscopie ou TDM | Recueillir et placer dans un récipient stérile avec une solution physiologique stérile. Fixer et colorer au Giemsa ou l'hématoxyline-éosine. | Les œufs et les adultes de douves peuvent être identifiés. |
Peau | |||
Leishmania spp (leishmaniose cutanée) | Biopsie d'une zone non ulcérée de la lésion et préparations par empreinte sur lame ou frottis de grattage | Rechercher des amastigotes sur des préparations par empreinte sur lame ou des frottis colorés au Giemsa et dans des échantillons de biopsie colorés à l'hématoxyline-éosine. | Les amastigotes de Leishmania sont morphologiquement indiscernables de ceux de Trypanosoma cruzi. Leishmania peut être cultivé à partir de biopsies cutanées, mais la croissance in vitro peut prendre des semaines. Des dosages moléculaires de l'ADN de leishmania sont disponibles. |
Onchocerca volvulus | Pour les patients infectés en Afrique: Biopsies cutanées de la cuisse, des fesses ou de la crête iliaque Pour les patients infectés en Amérique latine: biopsies cutanées de la tête, de l'omoplate ou des fesses | Dans le cas des biopsies cutanées superficielles, désinfecter la peau avec de l'alcool, insérer une aiguille de calibre 25 juste sous l'épiderme, la soulever et couper de petits morceaux de peau avec une lame de bistouri ou de rasoir ou pratiquer une biopsie à l'aide d'un appareil à biopsie sclérocornéenne. Des saignements ne doivent pas être observés. Examiner frais, ou fixer dans du méthanol et colorer avec du Giemsa ou de l'hématoxyline-éosine. | Examiner le prélèvement déposé dans du sérum physiologique à la recherche de microfilaires mobiles migrant depuis le fragment de peau. Les microfilaires peuvent être vues sur les sections tissulaires. |
Sécrétions génito-urinaires ou biopsie | |||
Schistosoma haematobium, rarement S. japonicum | Urine fraîche ou biopsie de la vessie, en particulier de la zone autour du trigone | L'heure recommandée pour la collecte de l'urine est entre 12 et 15 heures. La centrifugation augmente la probabilité de détection. | On peut observer des œufs dans les urines ou dans les biopsies de la vessie. |
Trichomonas vaginalis | Écouvillons des sécrétions vaginales, cervicales, urétrales, ou prostatiques placés dans un tube avec une petite quantité de solution physiologique stérile | L'examen à l'état frais des prélèvements de liquide vaginal doit être réalisé dans les 10 à 15 minutes suivant leur collecte, car les trichomonas deviennent moins mobiles avec le temps. | L'identification des microrganismes mobiles sur montage humide est le test le plus rapide mais est moins sensible. La culture est plus sensible, mais prend 5 à 7 jours et nécessite une incubation. Des tests d'amplification des acides nucléiques très sensibles et spécifiques réalisés sur des prélèvements vaginaux, cervicaux, urétraux et urinaires sont également disponibles. |
EDTA = acide éthylène diamine tétra-acétique (ethylene diamine tetraacetic acid); UV = ultraviolet. * Un examen à l'état frais est une technique de laboratoire consistant à placer un échantillon sur une lame avec une goutte de liquide et une lamelle couvre-objet afin de faciliter l'examen microscopique et l'identification des parasites. | |||
Basé sur le CDC: Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern, qui fournit des instructions détaillées. | |||
L'infection parasitaire doit être particulièrement envisagée parmi les diagnostics différentiels dans certaines situations cliniques, par exemple, une fièvre chez un voyageur revenant d'une zone d'endémie suggère la possibilité d'un paludisme. Les sujets qui ont immigré des régions d'endémie vers des pays non endémiques et qui rentrent chez eux pour rendre visite à des amis et à des parents sont particulièrement à risque. Les membres immédiats de la famille, tels que les conjoints et les enfants, présentent également un risque accru. Les immigrants retournant dans leur pays d'origine peuvent être à nouveau sensibles aux infections endémiques en raison d'une immunité décroissante liée à l'absence d'exposition continue. Par conséquent, ils peuvent être moins enclins à se faire prescrire des vaccinations préalables au voyage, des médicaments prophylactiques ou des conseils préventifs en matière de santé. Par rapport aux touristes séjournant dans des complexes hôteliers, les immigrants sont également plus susceptibles de visiter des zones présentant des taux plus élevés de transmission des maladies (1).
Bien que moins fréquente, la possibilité d'une parasitose contractée localement doit également être envisagée devant des syndromes cliniques évocateurs chez des résidents de pays qui possèdent un système sanitaire moderne, même si les patients n'ont pas voyagé; certains parasites sont endémiques dans ces pays et d'autres (principalement ceux transmissibles par voie orofécale) peuvent être contractés auprès de voyageurs infectés.
Les informations sur l'exposition, les signes cliniques et les données des examens de laboratoire peuvent également faire suspecter des infections parasitaires spécifiques. Par exemple, l'hyperéosinophilie sanguine est fréquente lorsque des helminthes migrent à travers les tissus et elle évoque une infection parasitaire chez un immigré ou une personne qui rentre de voyage.
Le diagnostic des infections parasitaires reposait autrefois sur l'identification d'ovules, de larves ou de parasites adultes dans les selles, le sang, les tissus ou d'autres prélèvements ou sur la présence d'anticorps dans le sérum, mais le diagnostic repose de plus en plus sur l'identification des antigènes parasitaires ou de l'ADN parasitaire.
Des médecins ayant l'expérience des infections parasitaires et de la médecine tropicale sont disponibles dans les services de maladies infectieuses et tropicales ou de parasitologie des hôpitaux universitaires, et dans les cliniques spécialisées en médecine du voyage.
Pour des descriptions détaillées des méthodes de diagnostic, voir le site Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern du Centers for Disease Control and Prevention (CDC).
Parasites de l'appareil digestif
Les différentes étapes des protozoaires et des helminthes qui infectent le tractus gastro-intestinal sont généralement évacuées dans les selles. Le dépistage systématique exige un examen des selles, de préférence 3 prélèvements, prélevés sur plusieurs jours, car l'élimination des éléments parasitaires peut varier. La sensibilité de l'examen des selles pour les œufs et les parasites est suffisamment faible pour justifier, en cas de forte suspicion clinique, de recourir à l'administration d'un traitement empirique même si l'examen des selles est négatif.
Des tests moléculaires sensibles et spécifiques, tels que les tests multiplex basés sur la réaction en chaîne par polymérase (PCR), sont disponibles pour détecter les antigènes de Giardia, Cryptosporidium, Entamoeba histolytica et Cyclospora dans les selles; cependant, ces tests peuvent être coûteux (2) (voir tableau Tests sérologiques et moléculaires pour les infections parasitaires). Les tests PCR multiplex peuvent détecter plusieurs pathogènes entériques avec une plus grande sensibilité et rapidité que les méthodes diagnostiques traditionnelles telles que les cultures; cependant, ces tests ne différencient pas les organismes viables des organismes non viables. Cette absence de différenciation peut poser des difficultés d'interprétation, notamment lorsque plusieurs pathogènes sont détectés dans un même échantillon. Dans ces cas, les antécédents du patient, les manifestations cliniques et temporelles des symptômes infectieux, ainsi que la quantité relative d'ADN du pathogène peuvent être utiles pour orienter les décisions thérapeutiques (3).
Les selles fraîchement émises et non contaminées par de l'urine, de l'eau, de la poussière ou des désinfectants (qu'elles soient obtenues à la clinique ou au domicile du patient) doivent être envoyées au laboratoire dans l'heure qui suit; les selles molles ou liquides ont plus de chance de contenir des trophozoïtes mobiles. Une fois que l'échantillon est au laboratoire, s'il n'est pas examiné immédiatement, il doit être réfrigéré, mais pas congelé. Les techniciens de laboratoire doivent ensuite homogénéiser des parties des prélèvements frais de selles dans un milieu fixateur pour conserver les protozoaires gastro-intestinaux. Des techniques de concentration peuvent également être utilisées pour améliorer la sensibilité. Si strongyloïdose est suspecté, un ou plusieurs tests spécialisés sur les selles doivent être effectués si les larves ne sont pas visibles à l'examen direct des selles fraîches. Les antibiotiques, les produits de contraste radiographiques, les purgatifs et les antiacides peuvent gêner la détection des œufs et des parasites pendant plusieurs semaines. Si des infections à nématodes sont suspectées, des écouvillonnages anaux ou l'apposition de rubans adhésifs sur l'anus peuvent également être utilisés pour collecter les œufs d'oxyures ou de ténias.
La sigmoïdoscopie ou la coloscopie doivent être envisagées quand les examens systématiques des selles sont négatifs et qu'une amibiase est suspectée devant des symptômes gastro-intestinaux persistants. Les prélèvements par sigmoïdoscopie, à l'aide d'une curette ou d'une pince à biopsie (les coton-tiges écouvillons ne sont pas adaptés), doivent être examinés immédiatement au microscope. Une endoscopie digestive haute peut être réalisée pour inclure des prélèvements par aspiration duodénale ou des échantillons de biopsie de l'intestin grêle; les échantillons endoscopiques du tractus digestif supérieur peuvent parfois être nécessaires au diagnostic de certaines infections, telles que la cryptosporidiose et la microsporidiose.
Sérodiagnostic des infections parasitaires
Certains parasites peuvent être détectés par des tests sérologiques (voir tableau Tests sérologiques et moléculaires des infections parasitaires).
Tests sérologiques et moléculaires des infections parasitaires
Infection | Anticorps | Antigènes ou ADN/ARN |
|---|---|---|
Protozoaires et microsporidies | ||
Trypanosomiase africaine (Trypanosoma brucei gambiense seulement) | Test d'agglutination sur carte pour Trypanosoma brucei gambiense, autres tests de flux latéral rapides | — |
Test immunoenzymatique, hémagglutination indirecte | Selles: antigène (test immunoenzymatique), PCR | |
Détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte | Sang: PCR | |
Test immunoenzymatique, détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte, immunoblot | Sang, tissu ou LCR: PCR | |
— | Selles: antigène (test immunoenzymatique), PCR | |
— | Selles: PCR | |
Infection amibienne (Acanthamoeba, Naegleria fowleri et Balamuthia mandrillaris) | immunofluorescence indirecte du tissu cérébral, de la peau ou de la cornée à la recherche d'Acanthamoeba (rarement trouvé dans le LCR) Immunofluorescence indirecte des prélèvements de tissus (Balamuthia) | LCR, cerveau ou autre tissu: PCR LCR ou tissu: immunofluorescence indirecte (Naegleria fowleri) |
— | Selles: antigène (test immunoenzymatique), test d'immunofluorescence directe, DFA, PCR | |
Détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte ou test immunoenzymatique (pour la leishmaniose viscérale mais pas pour la leishmaniose cutanée) | Sang ou tissu: PCR | |
Tests en immunofluorescence (pas pour le paludisme aigu) | Sang: test immunochromatographique pour l'antigène (test de diagnostic rapide), PCR | |
Détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte | Sang, urine, selles ou LCR: PCR | |
Immunofluorescence indirecte, test immunoenzymatique (IgG et IgA) | Tissu ou sang: PCR | |
Immunofluorescence directe (sécrétion urogénitale) Immunofluorescence directe (sécrétion urogénitale) Test immunochromatographique (sécrétion urogénitale) | Sécrétion urogénitale: antigène (test de diagnostic rapide d'antigène), PCR | |
Vers ronds | ||
IB (immunoblot) du sérum ou du LCR | — | |
Filariose lymphatique (Wuchereria bancrofti) | Test immunoenzymatique | — |
Test immunoenzymatique, détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte, hémagglutination indirecte | Selles, aspiration duodénale et/ou biopsie (éventuellement expectorations dans les infections disséminées): PCR/LAMP (loop-mediated isothermal amplification [Amplification Isothermique médiée par les boucles]) | |
Test immunoenzymatique, détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte | — | |
Test immunoenzymatique (sensibilité plus élevée pour la maladie viscérale que la maladie oculaire), immunoblot | — | |
Trématodes | ||
Fixation du complément, immunoblot, test immunoenzymatique | — | |
Schistosomiase (bilharziose) | FAST-ELISA, Immunoblot, hémagglutination indirecte, test immunoenzymatique | Sang, urine et/ou selles: détection de l'antigène; la PCR est disponible dans certains laboratoires de référence |
Fasciolase (douve du foie) | Test immunoenzymatique, immunoblot | — |
Ténias | ||
Test immunoenzymatique (IgG), hémagglutination indirecte, détection d'anticorps par immunofluorescence indirecte, immunoblot | — | |
Neurocysticercose (Taenia solium) | Immunoblot (sérum ou LCR), test immunoenzymatique | Sérum ou liquide céphalorachidien: antigène (pour évaluer les réponses à la thérapie, pas assez sensible pour le diagnostic) Liquide céphalorachidien: PCR (disponibilité limitée) |
CDC = Centers for Disease Control and Prevention; CF = complement fixation; DFA = direct fluorescent antibody; EIA = enzyme immunoassay (test immunoenzymatique); FAST-ELISA = Falcon assay screening test–enzyme-linked immunosorbent assay; IB = immunoblot; ICG = immunochromatographic assay; IFA/IFI = indirect immunofluorescence assay/immunofluorescence indirecte; IHA = indirect hemagglutination assay; LAMP = loop-mediated isothermal amplification LAMP (loop-mediated isothermal amplification [Amplification Isothermique médiée par les boucles]); PCR = polymerase chain reaction; TEM = transmission electronic microscopy. | ||
NOTE: certains kits de détection d'antigènes et de parasites sont disponibles dans le commerce. D'autres sont disponibles auprès du Centers for Disease Control and Prevention (CDC) ou dans les laboratoires de référence. Des tests moléculaires (p. ex., PCR) pour l'ADN sont disponibles pour détecter les protozoaires entériques dans les échantillons de selles, mais ils sont coûteux. Des tests moléculaires pour un certain nombre d'autres parasites sont disponibles dans les laboratoires de référence ou de recherche. | ||
Basé sur le CDC’s Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern. | ||
Références pour le diagnostic
1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Visiting Friends & Relatives: VFR Travel. CDC Yellow Book 2024. Accessed January 31, 2025.
2. Shane AL, Mody RK, Crump JA, et al. 2017 Infectious Diseases Society of America Clinical Practice Guidelines for the Diagnosis and Management of Infectious Diarrhea. Clin Infect Dis. 2017;65(12):e45-e80. doi:10.1093/cid/cix669
3. Miller JM, Binnicker MJ, Campbell S, et al. A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2018 Update by the Infectious Diseases Society of America and the American Society for Microbiology. Clin Infect Dis. 2018;67(6):e1-e94. doi:10.1093/cid/ciy381
Traitement des infections parasitaires
Le traitement dépend de l'infection spécifique
Voir sous infections spécifiques ailleurs dans LE MANUEL.
Des conseils pour le traitement des infections parasitaires sont disponibles auprès des experts dans les principaux centres médicaux et de santé publique et les cliniques santé-voyage, du A-Z Index of Parasitic Diseases du CDC, du Clinical Care of Soil-transmitted Helminths du CDC, et dans les manuels sur les maladies infectieuses et la médecine tropicale.
Certains médicaments qui ne sont pas approuvés par l'U.S. Food and Drug Administration pour les infections parasitaires peuvent être obtenus auprès du CDC Drug Service.
Prévention des infections parasitaires
Les vaccins antipaludiques récemment développés, R21/Matrix-M et RTS,S, sont les premiers vaccins homologués pour la prévention d'une infection parasitaire (voir WHO: Malaria vaccines [RTS,S and R21]). Des vaccins pour la prévention d'autres infections parasitaires, notamment la schistosomiase, la leishmaniose et les ankylostomes, sont en cours de développement. Sinon, la prévention est largement basée sur les stratégies d'évitement.
La transmission de la plupart des parasites intestinaux peut être évitée par les mesures suivantes:
Élimination sanitaire des selles et des matières fécales
Lavage des mains
La cuisson adéquate des aliments
Un approvisionnement en eau potable
Le lavage des mains est très important après le passage aux toilettes et avant la préparation des aliments. Lors de voyages dans des régions où il existe un risque d'exposition à des infections parasitaires transmises par voie fécale-orale, le meilleur conseil est « faites-le cuire, bouillir, pelez-le ou oubliez-le », ce qui signifie que les voyageurs doivent éviter de consommer: viande, poisson, fruits de mer et œufs insuffisamment cuits; fruits ou légumes crus; produits laitiers ou jus de fruits non pasteurisés. Une exception à cette recommandation concerne les fruits ou légumes à peau épaisse (p. ex. les bananes), généralement considérés comme sûrs à consommer crus si la peau est lavée avant d'être retirée. Il convient de vérifier attentivement que l'eau potable provient de sources sûres. Comme certains parasites survivent à la congélation, les glaçons peuvent parfois transmettre des maladies, sauf s'ils sont fabriqués à partir d'eau purifiée. Lorsque ces mesures sont suivies, elles permettent de réduire mais pas d'éliminer le risque d'infection parasitaire intestinale et de gastro-entérites bactériennes et virales.
Parmi les autres mesures de sécurité pour prévenir les infections parasitaires, il faut éloigner les litières des chats des endroits où on prépare la nourriture afin d'éviter la toxoplasmose. Il ne faut pas se baigner dans les lacs d'eau douce, les ruisseaux ou les rivières dans les régions où la schistosomiase est endémique ou marcher pieds nus ou avoir un contact de la peau nue avec des surfaces dans les régions où l'on trouve des ankylostomes.
La prévention du paludisme et de nombreuses autres maladies à transmission vectorielle implique les mesures suivantes:
Porter des chemises à manches longues et des pantalons
Appliquer des produits contenant du diéthyltoluamide (DEET) sur la peau exposée et de la perméthrine sur les vêtements (cependant, le traitement des vêtements est moins efficace que l'utilisation d'insectifuges sur la peau)
Poser des moustiquaires sur les fenêtres, les entrées de l'air conditionné, moustiquaires imprégnées de perméthrine ou d'autres insecticides
Utilisation d'insecticides en aérosol, notamment à base de perméthrine ou de pyrèthre, dans les habitations et dépendances
Pour les résidents des régions non endémiques, prendre des antipaludéens prophylactiques en cas de voyage en zone impaludée
Les sujets qui se rendent dans les régions rurales d'Amérique latine ne doivent pas dormir dans des habitations en torchis qui sont des refuges pour les réduviidés (punaises) qui transmettent la maladie de Chagas. En Afrique, les voyageurs doivent éviter les vêtements de couleurs vives ou le blanc et porter des vêtements à longues manches et des pantalons pour éviter les mouches tsé-tsé dans les régions où on observe la maladie du sommeil africaine.
Des recommandations par pays pour les voyages sont disponibles à partir du Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Travelers' Health et de la CDC Yellow Book.
Plus d'information
La source d'information suivante en anglais peut être utile. S'il vous plaît, notez que LE MANUEL n'est pas responsable du contenu de cette ressource.
Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern
